Войти
Эпигеномика - это исследование полного набора эпигенетических модификаций генетического материала клетки, известный как эпигеном. Эта область аналогична геномике и протеомике, которые представляют собой изучение генома и протеома клетки. Эпигенетические модификации - это обратимые модификации клеточной ДНК или гистонов, которые влияют на экспрессию генов без изменения последовательности ДНК. Эпигеномное поддержание - это непрерывный процесс, который играет важную роль в стабильности эукариотических геномов, принимая участие в важнейших биологических механизмах, таких как репарация ДНК. Считается, что флавоны растений подавляют эпигеномные метки, вызывающие рак. Двумя наиболее характерными эпигенетическими модификациями являются метилирование ДНК и модификация гистона. Эпигенетические модификации играют важную роль в экспрессии и регуляции генов и участвуют во многих клеточных процессах, таких как дифференцировка / развитие и туморогенез. Изучение эпигенетики на глобальном уровне стало возможным только недавно благодаря адаптации геномных высокопроизводительных анализов.
Механизмы, управляющие фенотипической пластичностью или способностью изменения состояния клетки в ответ на раздражители давно стали предметом исследований (Фенотипическая пластичность 1). Традиционная центральная догма биологии утверждает, что ДНК клетки транскрибируется в РНК, которая транслируется в белки, которые выполняют клеточные процессы и функции. Однако существует парадокс в том, что клетки демонстрируют различные ответы на различные стимулы и что клетки, имеющие одинаковые наборы ДНК, такие как у многоклеточных организмов, могут иметь множество различных функций и фенотипов. Согласно классическим представлениям, фенотипические вариации объясняются различиями в первичной структуре ДНК, будь то аберрантная мутация или унаследованная последовательность аллеля. Однако, хотя это и объясняет некоторые аспекты вариабельности, это не объясняет, насколько тесно координируются и регулируются клеточные ответы, такие как дифференцировка.
Более вероятным источником клеточной пластичности является Регуляция экспрессии генов, так что, хотя две клетки могут иметь почти идентичную ДНК, дифференциальная экспрессия определенных генов приводит к вариациям. Исследования показали, что клетки способны регулировать экспрессию генов на нескольких стадиях : транскрипция, процессинг и транспортировка мРНК, а также трансляция белков, посттрансляционный процессинг и деградация. Регуляторные белки, которые связываются с ДНК, РНК и / или белками, являются ключевыми эффекторами в этих процессах и функционируют, положительно или отрицательно регулируя уровень определенного белка и функцию в клетке. И хотя ДНК-связывающие факторы транскрипции обеспечивают механизм специфического контроля клеточных ответов, модель, в которой связывающие ДНК факторы транскрипции являются единственными регуляторами активности генов, также маловероятна. Например, в исследовании переноса ядра соматической клетки было продемонстрировано, что стабильные особенности дифференцировки сохраняются после того, как ядро переносится в новую клеточную среду, что позволяет предположить, что стабильная и наследственный механизм генной регуляции был задействован в поддержании дифференцированного состояния в отсутствие ДНК-связывающих факторов транскрипции.
С открытием, что метилирование ДНК и модификации гистонов являются стабильными, наследуемыми, а также обратимыми процессами, которые влияют на экспрессия генов без изменения первичной структуры ДНК, был предоставлен механизм наблюдаемой вариабельности экспрессии генов клеток. Эти модификации были названы эпигенетическими, от эпигенетики «поверх» генетического материала «ДНК» (Эпигенетика 1). Механизмы, управляющие эпигенетическими модификациями, сложны, но с появлением технологии высокопроизводительного секвенирования теперь они становятся более понятными.
Геномные модификации, изменяющие экспрессию генов которые нельзя отнести к модификации первичной последовательности ДНК и которые наследуются митотически и мейотически, классифицируются как эпигенетические модификации. Метилирование ДНК и модификация гистонов являются одними из наиболее охарактеризованных эпигенетических процессов.
Первой эпигенетической модификацией, которая должна быть подробно охарактеризована, было метилирование ДНК. Как следует из названия, метилирование ДНК - это процесс добавления к ДНК метильной группы. Ферменты, катализирующие эту реакцию, - это ДНК-метилтрансферазы (DNMT). Хотя метилирование ДНК является стабильным и наследуемым, оно может быть обращено антагонистической группой ферментов, известных как ДНК-деметилазы. У эукариот метилирование чаще всего обнаруживается в положении углерода 5 остатков цитозина (5mC) рядом с гуанином, называемых динуклеотидами CpG.
. Паттерны метилирования ДНК сильно различаются между видов и даже внутри одного организма. Использование метилирования у животных совершенно иное; с позвоночными, демонстрирующими самые высокие уровни 5 мкС, и беспозвоночными более умеренными уровнями 5 мкС. У некоторых организмов, таких как Caenorhabditis elegans, не было продемонстрировано наличие 5mC или обычной ДНК-метилтрансферазы; это предполагает участие других механизмов, помимо метилирования ДНК.
Внутри организма уровни метилирования ДНК также могут варьироваться на протяжении развития и по регионам. Например, в первичных половых клетках мыши даже происходит деметилирование всего генома; к стадии имплантации уровни метилирования возвращаются к своим прежним соматическим значениям. Когда метилирование ДНК происходит в промоторных областях, сайтах инициации транскрипции, это оказывает эффект подавления экспрессии генов. Это контрастирует с неметилированными промоторными областями, которые связаны с активно экспрессируемыми генами.
Механизм, с помощью которого метилирование ДНК подавляет экспрессию гена, является многоступенчатым процессом. Различие между метилированными и неметилированными остатками цитозина осуществляется специфическими ДНК-связывающими белками. Связывание этих белков задействует фермент гистондеацетилазы (HDAC), который инициирует ремоделирование хроматина, так что ДНК становится менее доступной для транскрипционного аппарата, такого как РНК-полимераза, эффективно репрессия экспрессии гена.
У эукариот геномная ДНК свернута в комплексы белок-ДНК, называемые хроматином. Гистоны, которые являются наиболее распространенным типом белка, обнаруженного в хроматине, выполняют функцию конденсации ДНК; чистый положительный заряд на гистонах способствует их связыванию с ДНК, которая заряжена отрицательно. Основные и повторяющиеся единицы хроматина, нуклеосомы, состоят из октамера гистоновых белков (H2A, H2B, H3 и H4) и ДНК длиной 146 п.н., обернутой вокруг него. Нуклеосомы и ДНК-соединение образуют хроматиновое волокно диаметром 10 нм, которое может быть дополнительно конденсировано.
Упаковка ДНК в хроматин варьируется в зависимости от стадии клеточного цикла и локального участка ДНК. Степень конденсации хроматина связана с определенным состоянием транскрипции. Неупакованный или рыхлый хроматин более транскрипционно активен, чем плотно упакованный хроматин, потому что он более доступен для транскрипционного аппарата. Таким образом, путем ремоделирования структуры хроматина и изменения плотности упаковки ДНК можно модулировать экспрессию генов.
Ремоделирование хроматина происходит посредством посттрансляционных модификаций N-концевых хвостов ядра гистоновые белки. Коллективный набор модификаций гистонов в данной клетке известен как гистоновый код. Известно много различных типов модификации гистонов, включая: ацетилирование, метилирование, фосфорилирование, убиквитинирование, SUMOylation, АДФ-рибозилирование, дезаминирование и изомеризация пролина ; ацетилирование, метилирование, фосфорилирование и убиквитинирование вовлечены в активацию гена, тогда как метилирование, убиквитинирование, SUMOylation, дезаминирование и изомеризация пролина участвуют в репрессии гена. Обратите внимание, что несколько типов модификации, включая метилирование, фосфорилирование и убиквитинирование, могут быть связаны с различными состояниями транскрипции в зависимости от конкретной аминокислоты на модифицируемом гистоне. Более того, область ДНК, в которой происходит модификация гистонов, также может вызывать различные эффекты; примером является метилирование 3-го корового гистона по остатку лизина 36 (H3K36). Когда H3K36 встречается в кодирующих участках гена, он связан с активацией гена, но противоположное обнаруживается, когда он находится в промоторной области.
Модификации гистона регулируют экспрессию гена с помощью двух механизмов: посредством нарушения контакта между нуклеосомами и рекрутированием ремоделирующих хроматин АТФаз. Пример первого механизма происходит во время ацетилирования концевых аминокислот лизина, которое катализируется ацетилтрансферазами гистона (HAT). HAT являются частью мультибелкового комплекса, который рекрутируется на хроматин, когда активаторы связываются с участками связывания ДНК. Ацетилирование эффективно нейтрализует основной заряд лизина, который участвует в стабилизации хроматина за счет его сродства к отрицательно заряженной ДНК. Следовательно, ацетилированные гистоны способствуют диссоциации нуклеосом и, таким образом, может происходить раскручивание хроматина. В состоянии рыхлого хроматина ДНК более доступна для транскрипционного аппарата и, таким образом, экспрессия активируется. Этот процесс можно обратить вспять путем удаления гистоновых ацетильных групп с помощью деацетилаз.
Второй процесс включает рекрутирование комплексов ремоделирования хроматина путем связывания молекул активатора с соответствующими участками энхансера. Комплексы ремоделирования нуклеосом репозиционируют нуклеосомы с помощью нескольких механизмов, позволяя или блокируя доступность транскрипционного аппарата для ДНК. Белковый комплекс SWI / SNF в дрожжах является одним из примеров комплекса ремоделирования хроматина, который регулирует экспрессию многих генов посредством ремоделирования хроматина.
Эпигеномика имеет много общего с другими областями геномики как в методологии, так и в ее абстрактной цели. Эпигеномика стремится идентифицировать и охарактеризовать эпигенетические модификации на глобальном уровне, подобно изучению полного набора ДНК в геномике или полного набора белков в клетке в протеомике. Логика проведения эпигенетического анализа на глобальном уровне заключается в том, что можно делать выводы об эпигенетических модификациях, которые в противном случае были бы невозможны посредством анализа конкретных локусов. Как и в других областях геномики, эпигеномика в значительной степени опирается на биоинформатику, которая объединяет дисциплины биологии, математики и информатики. Однако, хотя эпигенетические модификации были известны и изучались на протяжении десятилетий, именно благодаря этим достижениям в технологии биоинформатики, которые позволили проводить анализ в глобальном масштабе. Многие современные методы по-прежнему основаны на более старых методах, часто адаптируя их к геномным анализам, как описано в следующем разделе.
Клеточные процессы транскрипции, репликации ДНК и репарации ДНК вовлекают взаимодействие между геномной ДНК и ядерными белками. Было известно, что определенные области внутри хроматина чрезвычайно чувствительны к расщеплению ДНКазой I, которая расщепляет ДНК с низкой специфичностью последовательности. Такие гиперчувствительные сайты считались транскрипционно активными, о чем свидетельствует их связь с РНК-полимеразой и топоизомеразами I и II.
Теперь известно, что чувствительность к ДНКазе Области I соответствуют участкам хроматина с рыхлой связью ДНК-гистон. Гиперчувствительные сайты чаще всего представляют собой промоторные области, которые требуют, чтобы ДНК была доступна для функционирования ДНК-связывающего транскрипционного аппарата.
Модификация гистона была впервые обнаружена в геноме широкий уровень за счет сочетания технологии иммунопреципитации хроматина (ChIP) с ДНК-микрочипами, называемыми ChIP-Chip. Однако вместо выделения ДНК-связывающего фактора транскрипции или белка-энхансера посредством иммунопреципитации хроматина интересующие белки представляют собой сами модифицированные гистоны. Во-первых, гистоны сшивают с ДНК in vivo посредством легкой химической обработки (например, формальдегидом ). Затем клетки лизируют, что позволяет выделить и фрагментировать хроматин либо с помощью обработки ультразвуком, либо обработки неспецифическим рестрикционным ферментом (например, микрококковой нуклеазой ). В свою очередь, специфичные для модификации антитела используются для иммунопреципитации комплексов ДНК-гистон. После иммунопреципитации ДНК очищают от гистонов, амплифицируют с помощью ПЦР и метят флуоресцентной меткой (например, Cy5, Cy3 ). Заключительный этап включает гибридизацию меченой ДНК, как иммунопреципитированной, так и неиммунопреципитированной ДНК, на микрочипе, содержащем иммобилизованную гДНК. Анализ относительной интенсивности сигнала позволяет определить сайты модификации гистонов.
ChIP-чип широко использовался для характеристики общих паттернов модификации гистонов дрожжей. На основании этих исследований были сделаны выводы о функции модификаций гистонов; что активация или репрессия транскрипции была связана с определенными модификациями гистонов и по регионам. Хотя этот метод был эффективен, обеспечивая почти полное покрытие эпигенома дрожжей, его использование в более крупных геномах, таких как люди, ограничено.
Для изучения модификаций гистонов на истинно геномном уровне были объединены другие высокопроизводительные методы. с иммунопреципитацией хроматина, а именно: SAGE: серийный анализ экспрессии гена (ChIP-SAGE), PET: секвенирование парных конечных тегов (ChIP-PET ) и совсем недавно секвенирование следующего поколения (ChIP-Seq). ChIP-seq следует тому же протоколу для иммунопреципитации хроматина, но вместо амплификации очищенной ДНК и гибридизации с микрочипом, фрагменты ДНК непосредственно секвенируются с использованием параллельного повторного секвенирования следующего поколения. Доказано, что это эффективный метод анализа глобальных паттернов модификаций гистонов и сайтов-мишеней белка, обеспечивающий более высокое разрешение, чем предыдущие методы.
Методы характеристики первичных последовательностей ДНК не могут непосредственно применяться в анализах метилирования. Например, когда ДНК амплифицировали с помощью ПЦР или методов бактериального клонирования, образец метилирования не копировался и, таким образом, информация терялась. Метод гибридизации ДНК, используемый в анализах ДНК, в котором радиоактивные зонды использовались для картирования и идентификации последовательностей ДНК, не может использоваться для различения метилированной и неметилированной ДНК.
В самых ранних тестах обнаружения метилирования использовались чувствительные к модификации метилирования эндонуклеазы рестрикции. Геномную ДНК переваривали как чувствительными к метилированию, так и нечувствительными рестрикционными ферментами, распознающими один и тот же сайт рестрикции. Идея состоит в том, что всякий раз, когда сайт метилирован, только нечувствительный к метилированию фермент может расщепляться в этом положении. Путем сравнения размеров рестрикционных фрагментов, генерируемых чувствительным к метилированию ферментом, с размерами нечувствительного к метилированию фермента, можно было определить паттерн метилирования области. Этот этап анализа был выполнен путем амплификации рестрикционных фрагментов с помощью ПЦР, разделения их с помощью гель-электрофореза и их анализа с помощью саузерн-блоттинга с зондами для интересующей области.
Этот метод был использован для сравнения паттернов модификации метилирования ДНК в локусах гена взрослого человека и гемоглобина. Известно, что разные участки гена (гамма-дельта-бета-глобин) экспрессируются на разных стадиях развития. В соответствии с ролью метилирования ДНК в репрессии генов, области, которые были связаны с высокими уровнями метилирования ДНК, не экспрессировались активно.
Этот метод был ограничен и не подходил для исследований глобального паттерна метилирования или «метилома».. Даже внутри определенных локусов он не был полностью репрезентативен для истинного паттерна метилирования, поскольку только те сайты рестрикции с соответствующими анализами чувствительности к метилированию и нечувствительности рестрикции могли предоставить полезную информацию. Дальнейшие осложнения могут возникнуть, когда неполное переваривание ДНК рестрикционными ферментами дает ложноотрицательные результаты.
Профилирование метилирования ДНК в большом масштабе впервые стало возможным благодаря Restriction Landmark Методика сканирования генома (RLGS). Подобно локус-специфическому метилированию ДНК, метод идентифицировал метилированную ДНК через ее ферменты, чувствительные к метилированию при переваривании. Однако именно использование двумерного гель-электрофореза позволило охарактеризовать в более широком масштабе.
Однако только после появления микрочипов и технологии секвенирования следующего поколения, когда действительно высокое разрешение было стало возможным метилирование ДНК по всему геному. Как и в случае с RLGS, эндонуклеазный компонент сохраняется в методе, но используется в новых технологиях. Одним из таких подходов является гибридизация с дифференциальным метилированием (DMH), при которой один набор геномной ДНК переваривается чувствительными к метилированию рестрикционными ферментами, а параллельный набор ДНК не переваривается. Оба набора ДНК впоследствии амплифицируются и каждый помечается флуоресцентными красителями и используется в гибридизации двухцветного массива. Уровень метилирования ДНК в данном локусе определяется соотношением относительной интенсивности двух красителей. Адаптация секвенирования следующего поколения к анализу метилирования ДНК дает несколько преимуществ перед матричной гибридизацией. Технология на основе последовательностей обеспечивает более высокое разрешение аллель-специфичного метилирования ДНК, может выполняться на более крупных геномах и не требует создания микрочипов ДНК, требующих корректировки на основе плотности CpG для правильного функционирования.
Бисульфитное секвенирование основано исключительно на химическом превращении неметилированных цитозинов, так что их можно идентифицировать с помощью стандартных методов секвенирования ДНК. Бисульфат натрия и щелочная обработка делают это путем преобразования неметилированных остатков цитозина в урацил, оставляя метилированный цитозин неизменным. Последующая амплификация и секвенирование необработанной ДНК и ДНК, обработанной бисульфитом натрия, позволяет идентифицировать метилированные сайты. Бисульфитное секвенирование, как и традиционные методы, основанные на ограничении, исторически ограничивалось паттернами метилирования определенных локусов генов, пока не стали доступны технологии полногеномного секвенирования. Однако, в отличие от традиционных методов, основанных на ограничении, бисульфитное секвенирование обеспечивало разрешение на уровне нуклеотидов.
Ограничения бисульфитного метода включают неполное превращение цитозина в урацил, что является источником ложных срабатываний. Кроме того, обработка бисульфитом также вызывает деградацию ДНК и требует дополнительной стадии очистки для удаления бисульфита натрия.
Секвенирование следующего поколения хорошо подходит для дополнения бисульфитного секвенирования в анализе метилирования всего генома. Хотя теперь это позволяет определять паттерн метилирования с максимально возможным разрешением, на уровне одного нуклеотида проблемы все еще остаются на стадии сборки из-за уменьшения сложности последовательности в обработанной бисульфитом ДНК. Увеличение длины чтения направлено на решение этой проблемы, позволяя выполнять полногеномное бисульфитное секвенирование (WGBS). Подход WGBS с использованием платформы анализатора генома Illumina уже реализован в Arabidopsis thaliana. Также существуют геномные методы с уменьшенной репрезентативностью, основанные на бисульфитном секвенировании, и они особенно подходят для видов с большими размерами генома.
Доступность хроматина - это мера того, насколько «доступный» или «открыть» область генома для транскрипции или связывания факторов транскрипции. Области, которые недоступны (т.е. потому, что они связаны нуклеосомами ), активно не транскрибируются клеткой, в то время как открытые и доступные области активно транскрибируются. Изменения в доступности хроматина являются важными эпигенетическими регуляторными процессами, которые регулируют экспрессию генов, специфичную для клетки или контекста. Такие анализы, как MNase-seq, DNase-seq, ATAC-seq или FAIRE-seq, обычно используются для понимания доступного ландшафта хроматина клеток. Основная особенность всех этих методов заключается в том, что они могут выборочно выделять либо последовательности ДНК, которые связаны с гистонами, либо те, которые не связаны. Затем эти последовательности сравнивают с эталонным геномом, который позволяет идентифицировать их относительное положение.
MNase-seq и DNase-seq следуют одним и тем же принципам, поскольку они используют литические ферменты, которые нацелены на нуклеиновые кислоты, чтобы разрезать нити ДНК. не связаны нуклеосомами или другими белковыми факторами, в то время как связанные части защищены и могут быть извлечены и проанализированы. Поскольку активные, несвязанные области уничтожаются, их обнаружение может быть только косвенным, путем секвенирования с помощью метода Next Generation Sequencing и сравнения с эталоном. MNase-seq использует микрококковую нуклеазу, которая производит одноцепочечное расщепление на противоположной цепи целевой последовательности. В DNase-seq используется ДНКаза I, неспецифическая эндонуклеаза, расщепляющая двойную цепь. Этот метод использовался до такой степени, что области, свободные от нуклеосом, были помечены как DHS, гиперчувствительные сайты к ДНКазе I, и был выбранным методом консорциума ENCODE для анализа доступности хроматина для всего генома. Основная проблема этого метода заключается в том, что распределение спайности может быть искажено, что снижает качество результатов.
FAIRE-seq (выделение регулирующих элементов с помощью формальдегида) требует в качестве первого шага сшивания ДНК с нуклеосомами, а затем разрезания ДНК с помощью обработки ультразвуком. Свободные и связанные фрагменты разделяют с помощью традиционной экстракции фенол-хлороформ, поскольку белковая фракция застревает в межфазной границе, в то время как несвязанная ДНК переходит в водную фазу и может быть проанализирована различными методами. Обработка ультразвуком производит случайные разрывы и, следовательно, не подвержена никакому смещению, а также большая длина фрагментов (200-700 нуклеотидов) делает этот метод подходящим для более широких областей, в то время как он не может разрешить одиночную нуклеосому. В отличие от методов, основанных на нуклеазах, FAIRE-seq позволяет прямую идентификацию транскрипционно активных сайтов и менее трудоемкую подготовку образцов.
ATAC-seq основывается на активности транспозазы Tn5. Транспозаза используется для вставки меток в геном с более высокой частотой в областях, не покрытых белковыми факторами. Затем теги используются в качестве адаптеров для PRC или других аналитических инструментов.
Чувствительность к полимеразе при секвенировании в реальном времени одиночных молекул дала возможность ученым непосредственно обнаруживать эпигенетические метки, такие как метилирование, когда полимераза перемещается вдоль секвенируемой молекулы ДНК. Несколько проектов продемонстрировали возможность сбора эпигенетических данных по всему геному у бактерий.
Секвенирование нанопор основано на изменении сигналов электролитического тока в соответствии с модификациями оснований (например, метилирование). полимераза опосредует вход оцДНК в пору: изменение ионного тока модулируется участком поры, и возникающая в результате разница регистрируется, показывая положение CpG. Различие между гидроксиметилированием и метилированием возможно благодаря твердотельным нанопорам, даже если ток при прохождении через высокополевую область поры может быть немного подвержен влиянию в них. В качестве эталона используется амплифицированная ДНК, которая не будет представлять скопированные сайты метилирования после процесса ПЦР. Секвенсор Oxford Nanopore Technologies MinION - это технология, в которой, согласно скрытой модели Маркова, можно отличить неметилированный цитозин от метилированного даже без химической обработки, которая усиливает сигнал этой модификации. Данные обычно регистрируются в пикоамперах в течение установленного времени. Другими устройствами являются Nanopolish и SignaAlign: первое выражает частоту метилирования при считывании, а второе дает вероятность этого, полученную из суммы всех считываний.
Секвенирование одной молекулы в реальном времени (SMRT) - метод секвенирования одномолекулярной ДНК. Для секвенирования одной молекулы в реальном времени используется волновод с нулевой модой (ZMW). Один фермент ДНК-полимераза связан со дном ZMW с одной молекулой ДНК в качестве матрицы. Каждое из четырех оснований ДНК присоединено к одному из четырех различных флуоресцентных красителей. Когда нуклеотид включается ДНК-полимеразой, флуоресцентная метка отщепляется, и детектор обнаруживает флуоресцентный сигнал включения нуклеотида. По мере того, как происходит секвенирование, кинетика фермента полимеразы изменяется, когда он сталкивается с областью метилирования или любой другой модификации основания. Когда фермент сталкивается с химически модифицированными основаниями, он замедляется или ускоряется однозначно идентифицируемым образом. Импульсы флуоресценции при секвенировании SMRT характеризуются не только своими спектрами излучения, но также их длительностью и интервалом между последовательными импульсами. Эти показатели, определяемые как ширина импульса и длительность между импульсами (IPD), добавляют ценную информацию о кинетике ДНК-полимеразы. Ширина импульса является функцией всех кинетических стадий после связывания нуклеотидов и вплоть до высвобождения флуорофора, а IPD определяется кинетикой связывания нуклеотидов и транслокации полимеразы.
В 2010 году группа ученых продемонстрировала использование секвенирования одной молекулы в реальном времени для прямого обнаружения модифицированного нуклеотида в матрице ДНК, включая N6-метиладенозин, 5-метилцитозин. и. Эти различные модификации по-разному влияют на кинетику полимеразы, позволяя различать их.
В 2017 году другая команда предложила комбинированное преобразование бисульфита с секвенированием в реальном времени на одной молекуле третьего поколения, это называется однокомолекулярным секвенированием в реальном времени. бисульфитное секвенирование (SMRT-BS), которое представляет собой точный метод целевого анализа метилирования CpG, способный обеспечить высокую степень умножения и большую длину считывания (1,5 т.п.н.) без необходимости субклонирования ампликона ПЦР.
Первые математические модели для различных состояний нуклеосом, влияющих на экспрессию генов, были представлены в 1980-х годах [ref]. Позже об этой идее почти забыли, пока экспериментальные данные не указали на возможную роль ковалентных модификаций гистонов как эпигенетического кода. В следующие несколько лет данные с высокой пропускной способностью действительно раскрыли обилие эпигенетических модификаций и их связь с функционированием хроматина, что послужило стимулом для новых теоретических моделей для появления, поддержания и изменения этих паттернов. Эти модели обычно формулируются в рамках одномерных решеточных подходов.
Биологический портал  | Найдите эпигеномика в Викисловаре. бесплатный словарь. |
