Капиллярный электрофорез

Метод разделения химических или биологических образцов

Капиллярный электрофорез

Акроним	CE
Классификация	Электрофорез
Аналиты	Биомолекулы. Хиральные молекулы
Другие методы
Связанные	гель-электрофорез. Двумерный гель-электрофорез
Перенесенный дефисом	Капиллярный электрофорез, масс-спектрометрия

Капиллярный электрофорез (CE) представляет собой семейство методов электрокинетического разделения, выполняемых в капиллярах субмиллиметрового диаметра и в микро- и наножидкостных каналах. Очень часто CE относится к капиллярному зонному электрофорезу (CZE ), но другие электрофоретические методы, включая капиллярный гель-электрофорез (CGE), капиллярный изоэлектрическое фокусирование (CIEF), капиллярный изотахофорез и мицеллярная электрокинетическая хроматография (MEKC) также относятся к этому классу методов. В методах КЭ аналиты мигрируют через растворы электролита под действием электрического поля. Аналиты могут быть разделены согласно ионной подвижности и / или разделены на альтернативную фазу посредством нековалентных взаимодействий. Кроме того, аналиты могут быть сконцентрированы или «сфокусированы» с помощью градиентов в проводимости и pH.

Содержание

• 1 Приборы
• 2 Обнаружение
• 3 Режимы разделения
• 4 Эффективность и разрешающая способность
• 5 Области применения
• 6 Ссылки
• 7 Дополнительная литература
• 8 Внешние ссылки

Приборы

Рис. 1: Схема системы капиллярного электрофореза

Необходимые приборы выполнить капиллярный электрофорез относительно просто. Базовая схема системы капиллярного электрофореза показана на рисунке 1. Основными компонентами системы являются пробирка для образца, пробирки с источником и приемником, капилляр, электроды, высокий источник питания, детектор, устройство вывода и обработки данных. Пробирка-источник, пробирка-приемник и капилляр заполнены электролитом, например водным буферным раствором. Для ввода пробы капиллярный патрубок помещается во флакон, содержащий пробу. Образец вводится в капилляр за счет капиллярного действия, давления, сифонирования или электрокинетического действия, а затем капилляр возвращается в исходную пробирку. Миграция аналитов инициируется электрическим полем, которое прикладывается между исходной и целевой ампулами и подается на электроды от источника питания высокого напряжения. В наиболее распространенном режиме КЭ все ионы, положительные или отрицательные, протягиваются через капилляр в одном и том же направлении за счет электроосмотического потока. Аналиты разделяются по мере их миграции из-за их электрофоретической подвижности и обнаруживаются около выходного конца капилляра. Выходной сигнал детектора отправляется на устройство вывода и обработки данных, такое как интегратор или компьютер. Затем данные отображаются в виде электрофореграммы, которая отображает реакцию детектора в зависимости от времени. Разделенные химические соединения отображаются на электрофореграмме в виде пиков с разным временем удерживания. Эту технику часто приписывают Джеймсу У. Йоргенсену и Кринн ДеАрман Лукач, которые первыми продемонстрировали возможности этой техники. Капиллярный электрофорез был впервые объединен с масс-спектрометрией Ричардом Д. Смитом и сотрудниками и обеспечивает чрезвычайно высокую чувствительность для анализа очень малых размеров образцов. Несмотря на очень малые размеры образцов (обычно в капилляр вводится всего несколько нанолитров жидкости), высокая чувствительность и резкие пики достигаются частично благодаря стратегиям впрыска, которые приводят к концентрации аналитов в узкой зоне возле входа в капилляр.. Это достигается либо при нагнетании под давлением, либо при электрокинетическом вводе, просто путем суспендирования образца в буфере с более низкой проводимостью (например, более низкой концентрацией соли), чем в рабочем буфере. Процесс, называемый укладкой образцов с усилением поля (форма изотахофореза ), приводит к концентрации аналита в узкой зоне на границе между образцом с низкой проводимостью и рабочим буфером с более высокой проводимостью.

Для увеличения пропускной способности пробы используются инструменты с набором капилляров для одновременного анализа множества проб. Такие приборы для капиллярного матричного электрофореза (CAE) с 16 или 96 капиллярами используются для секвенирования капиллярной ДНК со средней и высокой пропускной способностью, а входные концы капилляров расположены в пространстве для приема образцов непосредственно из 96-луночных планшетов стандарта SBS. Некоторые аспекты оборудования (например, обнаружение) обязательно более сложны, чем для однокапиллярной системы, но фундаментальные принципы конструкции и работы аналогичны тем, которые показаны на рисунке 1.

Обнаружение

Разделение капиллярным электрофорезом может быть обнаружено несколькими устройствами обнаружения. Большинство коммерческих систем используют УФ или УФ-видимое поглощение в качестве основного метода обнаружения. В этих системах часть самого капилляра используется в качестве ячейки обнаружения. Использование обнаружения в пробирке позволяет обнаруживать разделенные аналиты без потери разрешения. Обычно капилляры, используемые в капиллярном электрофорезе, покрываются полимером (часто полиимидом или тефлоном ) для повышения гибкости. Однако часть капилляра, используемая для УФ-обнаружения, должна быть оптически прозрачной. Для капилляров с полиимидным покрытием сегмент покрытия обычно обжигают или соскабливают, чтобы получить открытое окно длиной несколько миллиметров. Эта оголенная часть капилляра может легко сломаться, и доступны капилляры с прозрачным покрытием для повышения устойчивости окна ячейки. длина пути ячейки детектирования при капиллярном электрофорезе (~ 50 микрометров ) намного меньше, чем у традиционной УФ-ячейки (~ 1 см ). Согласно закону Бера-Ламберта, чувствительность детектора пропорциональна длине пути ячейки. Для повышения чувствительности длину пути можно увеличить, хотя это приводит к потере разрешения. Сама капиллярная трубка может быть расширена в точке обнаружения, создавая «пузырьковую ячейку» с большей длиной пути, или могут быть добавлены дополнительные трубки в точке обнаружения, как показано на рисунке 2. Оба этих метода, однако, уменьшают разрешение. разделения. Это уменьшение почти незаметно, если в стенке капилляра образуется гладкая аневризма путем нагрева и повышения давления, поскольку пробковый поток может сохраняться. Это изобретение, выданное Гэри Гордоном, патент США 5061361, обычно утроило длину пути поглощения. При использовании с детектором УФ-поглощения более широкое поперечное сечение анализируемого вещества в ячейке позволяет получить освещающий луч в два раза больше, что снижает дробовой шум в два раза. Вместе эти два фактора увеличивают чувствительность детектора КЭ с пузырьковыми ячейками Agilent Technologies в шесть раз по сравнению с чувствительностью с использованием прямого капилляра. Этот элемент и его производство описаны на странице 62 июньского номера журнала Hewlett-Packard за 1995 год.

Рисунок 2: Методы увеличения длины пути капилляра: а) пузырьковая ячейка и б) z-ячейка (дополнительная трубка).

Детектирование флуоресценции также можно использовать в капиллярном электрофорезе для образцов, которые естественно флуоресцируют или химически модифицированы, чтобы содержать флуоресцентные метки. Этот режим обнаружения обеспечивает высокую чувствительность и улучшенную селективность для этих образцов, но не может использоваться для образцов, которые не флуоресцируют. Для создания флуоресцентных производных или конъюгатов нефлуоресцентных молекул, включая белки и ДНК, используются многочисленные стратегии мечения. Установка для обнаружения флуоресценции в системе капиллярного электрофореза может быть сложной. Метод требует, чтобы световой луч был сфокусирован на капилляр, что может быть затруднительно для многих источников света. Флуоресценция, индуцированная лазером, использовалась в системах КЭ с пределами обнаружения от 10 до 10 мол. Чувствительность метода объясняется высокой интенсивностью падающего света и способностью точно фокусировать свет на капилляре. Обнаружение многоцветной флуоресценции может быть достигнуто путем включения нескольких дихроичных зеркал и полосовых фильтров для разделения излучения флуоресценции между несколькими детекторами (например, фотоумножителями ) или с помощью призмы или решетки для проецирования излучения флуоресценции с разрешенным спектром на позиционно-чувствительный детектор, такой как ПЗС-матрица. Системы КЭ с 4- и 5-цветными системами обнаружения LIF обычно используются для капиллярного секвенирования ДНК и генотипирования («ДНК-фингерпринтинг »).

Для того, чтобы Чтобы получить идентичность компонентов образца, капиллярный электрофорез можно напрямую связать с масс-спектрометрами или поверхностно-усиленной рамановской спектроскопией (SERS). В большинстве систем выходное отверстие капилляра вводится в источник ионов, в котором используется ионизация электрораспылением (ESI). Полученные ионы затем анализируются масс-спектрометром. Эта установка требует летучих буферных растворов, которые будут влиять на диапазон режимов разделения, которые могут быть использованы, и степень разрешения, которое может быть достигнуто. Измерение и анализ в основном выполняются специализированным.

Для CE-SERS капиллярный электрофорез элюенты могут быть нанесены на SERS-активную подложку. Время удерживания аналита можно перевести в пространственное расстояние, перемещая SERS-активную подложку с постоянной скоростью во время капиллярного электрофореза. Это позволяет применять последующий спектроскопический метод к конкретным элюентам для идентификации с высокой чувствительностью. Можно выбрать SERS-активные субстраты, которые не влияют на спектр аналитов.

Способы разделения

Разделение соединений капиллярным электрофорезом зависит от дифференциальной миграции аналитов в приложенное электрическое поле. Электрофоретическая миграция скорость ($вверх\; \{\backslash \; displaystyle\; u\_\; \{p\}\}$) аналита по направлению к электроду противоположного заряда составляет:

$up\; =\; \mu \; p\; E\; \{\; \backslash \; displaystyle\; u\_\; \{p\}\; =\; \backslash \; mu\; \_\; \{p\}\; E\; \backslash ,\}$

Электрофоретическая подвижность может быть определена экспериментально по времени миграции и напряженности поля:

$\mu \; p\; =\; (L\; tr)\; (L\; t\; V)\; \{\backslash \; displaystyle\; \backslash \; mu\; \_\; \{p\}\; =\; \backslash \; left\; (\{\backslash \; frac\; \{L\}\; \{t\_\; \{r\}\}\}\; \backslash \; right)\; \backslash \; left\; (\{\backslash \; frac\; \{L\_\; \{t\}\}\; \{V\}\}\; \backslash \; right)\}$

где $L\; \{\backslash \; displaystyle\; L\}$- расстояние от входа до точки обнаружения, $tr\; \{\backslash \; displaystyle\; t\_\; \{r\}\}$- это время, необходимое аналиту для достижения точки обнаружения (время миграции), $V\; \{\backslash \; displaystyle\; V\}$- приложенное напряжение (напряженность поля), а $L\; t\; \{\backslash \; displaystyle\; L\_\; \{\; t\}\}$- общая длина капилляра. Поскольку электрическое поле действует только на заряженные ионы, нейтральные аналиты плохо разделяются капиллярным электрофорезом.

Скорость миграции аналита при капиллярном электрофорезе также будет зависеть от скорости электроосмотического потока (EOF) буферного раствора. В типичной системе электроосмотический поток направляется к отрицательно заряженному катоду, так что буфер течет по капилляру от исходного флакона к целевому флакону. Разделенные разной электрофоретической подвижностью, аналиты мигрируют к электроду с противоположным зарядом. В результате отрицательно заряженные аналиты притягиваются к положительно заряженному аноду в противоположность EOF, в то время как положительно заряженные аналиты притягиваются к катоду, в соответствии с EOF, как показано на рисунок 3.

Рисунок 3: Схема разделения заряженных и нейтральных аналитов (A) в соответствии с их соответствующими электрофоретическими и электроосмотическими подвижностями потока

Скорость электроосмотического потока, $uo\; \{\backslash \; displaystyle\; u\_\; \{o\; \}\}$можно записать как:

$uo\; =\; \mu \; o\; E\; \{\backslash \; displaystyle\; u\_\; \{o\}\; =\; \backslash \; mu\; \_\; \{o\}\; E\}$

где $\mu \; o\; \{\backslash \; displaystyle\; \backslash \; mu\; \_\; \{o\}\}$- электроосмотическая подвижность, которая определяется как:

$\mu \; o\; =\; ϵ\; \zeta \; \eta \; \{\backslash \; displaystyle\; \backslash \; mu\; \_\; \{o\}\; =\; \{\backslash \; frac\; \{\backslash \; epsilon\; \backslash \; zeta\}\; \{\backslash \; eta\}\}\}$

где $\zeta \; \{\backslash \; displaystyle\; \backslash \; zeta\}$- дзета-потенциал стенки капилляра, а $ϵ\; \{\backslash \; displaystyle\; \backslash \; epsilon\}$- относительная диэлектрическая проницаемость буферного раствора. Экспериментально электроосмотическую подвижность можно определить путем измерения времени удерживания нейтрального аналита. Затем скорость ($u\; \{\backslash \; displaystyle\; u\}$) аналита в электрическом поле может быть определена как:

$up\; +\; uo\; =\; (\mu \; p\; +\; \mu \; o)\; E\; \{\backslash \; displaystyle\; u\_\; \{p\}\; +\; u\_\; \{o\}\; =\; (\backslash \; mu\; \_\; \{p\}\; +\; \backslash \; mu\; \_\; \{o\})\; E\}$

Поскольку электроосмотический поток буферного раствора обычно больше, чем электрофоретическая подвижность аналитов все аналиты переносятся вместе с буферным раствором к катоду. Даже небольшие трехзарядные анионы могут быть перенаправлены на катод с помощью относительно мощного EOF буферного раствора. Отрицательно заряженные аналиты дольше задерживаются в капилляре из-за их противоречивой электрофоретической подвижности. Порядок миграции, наблюдаемый детектором, показан на рисунке 3: небольшие многозарядные катионы мигрируют быстро, а небольшие многозарядные анионы сильно удерживаются.

Электроосмотический поток наблюдается при приложении электрического поля к раствору в капилляре, имеющем фиксированные заряды на внутренней стенке. Заряд накапливается на внутренней поверхности капилляра, когда буферный раствор помещается внутрь капилляра. В капилляре из плавленого диоксида кремния группы силанола (Si-OH), прикрепленные к внутренней стенке капилляра, ионизируются до отрицательно заряженных силаноатных (Si-O) групп при значениях pH выше чем три. Ионизацию стенки капилляра можно усилить, пропустив сначала щелочной раствор, такой как NaOH или КОН, через капилляр перед введением буферного раствора. Притягиваясь к отрицательно заряженным силаноатным группам, положительно заряженные катионы буферного раствора образуют два внутренних слоя катионов (называемых двойным диффузным слоем или двойным электрическим слоем) на стенке капилляра, как показано на рисунке 4. Первый слой называется как фиксированный слой, поскольку он плотно прилегает к силаноатным группам. Внешний слой, называемый подвижным слоем, находится дальше от силаноатных групп. Подвижный катионный слой вытягивается в направлении отрицательно заряженного катода при приложении электрического поля. Поскольку эти катионы сольватированы, основная масса буферного раствора мигрирует вместе с подвижным слоем, вызывая электроосмотический поток буферного раствора. Другие капилляры, включая капилляры из тефлона, также демонстрируют электроосмотический поток. EOF этих капилляров, вероятно, является результатом адсорбции электрически заряженных ионов буфера на стенках капилляров. Скорость EOF зависит от напряженности поля и плотности заряда стенки капилляра. Плотность заряда стенки пропорциональна pH буферного раствора. Электроосмотический поток будет увеличиваться с увеличением pH до тех пор, пока все доступные силанолы, выстилающие стенку капилляра, не будут полностью ионизированы.

Рисунок 4: Изображение внутренней части капилляра из плавленого силикагеля в присутствии буферного раствора.

В определенных ситуациях, когда сильный электроосомотический поток к катоду нежелателен, внутренняя поверхность капилляра может быть покрыта полимерами, поверхностно-активными веществами или небольшими молекулами, чтобы снизить электроосмос до очень низких уровней, восстанавливая нормальное направление миграции (анионы к аноду, катионы к катоду). Контрольно-измерительные приборы обычно включают источники питания с обратной полярностью, что позволяет использовать один и тот же прибор в «нормальном» режиме (с EOF и детектированием около катодного конца капилляра) и в «обратном» режиме (с подавленным или реверсивным EOF и детектированием вблизи анодный конец капилляра). Один из наиболее распространенных подходов к подавлению EOF, описанный Стелланом Хьертеном в 1985 году, заключается в создании ковалентно прикрепленного слоя линейного полиакриламида. Поверхность капилляра из диоксида кремния сначала модифицируют силановым реагентом, несущим полимеризуемую винильную группу (например, 3-метакрилоксипропилтриметоксисилан), с последующим введением мономера акриламида и инициатора свободных радикалов . Акриламид полимеризуется in situ, образуя длинные линейные цепи, некоторые из которых ковалентно связаны с силановым реагентом, связанным со стенками. Существует множество других стратегий ковалентной модификации капиллярных поверхностей. Также распространены динамические или адсорбированные покрытия (которые могут включать полимеры или небольшие молекулы). Например, при капиллярном секвенировании ДНК просеивающий полимер (обычно полидиметилакриламид) подавляет электроосмотический поток до очень низких уровней. Помимо модуляции электроосмотического потока, покрытия стенок капилляров могут также служить цели уменьшения взаимодействий между «липкими» аналитами (такими как белки) и стенкой капилляров. Такие взаимодействия стенка-аналит, если они серьезны, проявляются в виде пониженной эффективности пика, асимметричных (хвостовых) пиков или даже полной потери аналита на стенке капилляра.

Эффективность и разрешение

Количество теоретических тарелок или эффективность разделения при капиллярном электрофорезе определяется как:

$N\; =\; \mu \; V\; 2\; D\; m\; \{\backslash \; displaystyle\; N\; =\; \{\backslash \; frac\; \{\backslash \; mu\; V\}\; \{2D\_\; \{m\}\}\}\}$

где $N\; \{\backslash \; displaystyle\; N\}$- количество теоретических тарелок, $\mu \; \{\; \backslash \; displaystyle\; \backslash \; mu\}$- кажущаяся подвижность в разделяющей среде, а $D\; m\; \{\backslash \; displaystyle\; D\_\; \{m\}\}$- коэффициент диффузии аналит. Согласно этому уравнению, эффективность разделения ограничивается только диффузией и пропорциональна напряженности электрического поля, хотя практические соображения ограничивают напряженность электрического поля несколькими сотнями вольт на сантиметр. Приложение очень высоких потенциалов (>20-30 кВ) может привести к искрению или пробою капилляра. Кроме того, приложение сильных электрических полей приводит к резистивному нагреву (джоулева нагреву) буфера в капилляре. При достаточно высокой напряженности поля этот нагрев настолько силен, что внутри капилляра могут возникать радиальные градиенты температуры. Поскольку электрофоретическая подвижность ионов обычно зависит от температуры (из-за как ионизации, зависящей от температуры, так и вязкости растворителя), неоднородный температурный профиль приводит к изменению электрофоретической подвижности по капилляру и потере разрешения. Начало значительного джоулева нагрева можно определить, построив «график закона Ома», на котором ток через капилляр измеряется как функция приложенного потенциала. В низких полях ток пропорционален приложенному потенциалу (закон Ома ), тогда как в более высоких полях ток отклоняется от прямой линии, поскольку нагрев приводит к уменьшению сопротивления буфера. Наилучшее разрешение обычно достигается при максимальной напряженности поля, при которой джоулев нагрев незначителен (т.е. вблизи границы между линейным и нелинейным режимами графика закона Ома). Обычно капилляры с меньшим внутренним диаметром поддерживают использование более высокой напряженности поля из-за улучшенного рассеивания тепла и меньших градиентов температуры по сравнению с более крупными капиллярами, но с недостатками более низкой чувствительности при обнаружении поглощения из-за более короткой длины пути и большей трудностью введения буфера и образец в капилляр (для небольших капилляров требуется большее давление и / или более длительное время для проталкивания жидкости через капилляр).

Эффективность разделения капиллярным электрофорезом обычно намного выше, чем эффективность других методов разделения, таких как ВЭЖХ. В отличие от ВЭЖХ, в капиллярном электрофорезе нет массопереноса между фазами. Кроме того, профиль потока в системах, управляемых EOF, является плоским, а не закругленным ламинарным профилем потока, характерным для потока, управляемого давлением в хроматографических колонках, как показано на рисунке 5. Как показано на рис. в результате EOF не вносит значительного вклада в расширение полосы, как в хроматографии под давлением. Разделение капиллярным электрофорезом может иметь несколько сотен тысяч теоретических тарелок.

Рисунок 5: Профили ламинарного и электроосмотического потока.

Разрешение ($R\; s\; \{\backslash \; displaystyle\; R\_\; \{s\}\}$) разделения капиллярным электрофорезом можно записать как:

$R\; s\; =\; 1\; 4\; (△\; \mu \; p\; N\; \mu \; p\; +\; \mu \; o)\; \{\backslash \; displaystyle\; R\_\; \{s\}\; =\; \{\backslash \; frac\; \{1\}\; \{4\}\}\; \backslash \; left\; (\; \{\backslash \; frac\; \{\backslash \; треугольник\; \backslash \; mu\; \_\; \{p\}\; \{\backslash \; sqrt\; \{N\}\}\}\; \{\backslash \; mu\; \_\; \{p\}\; +\; \backslash \; mu\; \_\; \{o\}\}\}\; \backslash \; right)\}$

Согласно этому уравнению максимальное разрешение достигается, когда электрофоретическая и электроосмотическая подвижности одинаковы по величине и противоположны по знаку. Кроме того, можно видеть, что высокое разрешение требует более низкой скорости и, соответственно, увеличения времени анализа.

Помимо диффузии и джоулева нагрева (обсужденных выше), факторы, которые могут снизить разрешение капиллярного электрофореза по сравнению с теоретическими пределами в приведенное выше уравнение включают, но не ограничиваются, конечную ширину пробки впрыска и окна обнаружения; взаимодействия между аналитом и стенкой капилляра; инструментальные неидеальности, такие как небольшая разница в высоте резервуаров с жидкостью, приводящая к сифонированию; неоднородности электрического поля из-за, например, неидеально обрезанных концов капилляров; истощение буферной емкости резервуаров; и электродисперсия (когда аналит имеет более высокую проводимость, чем фоновый электролит). Выявление и сведение к минимуму многочисленных источников расширения полосы является ключом к успешной разработке методов капиллярного электрофореза с целью максимально приблизиться к идеальному разрешению, ограниченному диффузией.

Приложения

Капиллярный электрофорез может использоваться для одновременного определения ионов NH 4, Na, K, Mg и Ca в слюне.

One Одним из основных приложений КЭ в судебной медицине является разработка методов амплификации и обнаружения фрагментов ДНК с использованием полимеразной цепной реакции (ПЦР), которая привела к быстрому и значительному прогрессу в судебно-медицинский анализ ДНК. Разделение ДНК проводят с использованием тонких капилляров из кварцевого стекла диаметром 50 мм, заполненных просеивающим буфером. Эти капилляры обладают отличной способностью рассеивать тепло, что позволяет использовать гораздо более высокие напряженности электрического поля, чем при электрофорезе в пластинчатом геле. Следовательно, разделение капилляров происходит быстро и эффективно. Кроме того, капилляры можно легко заполнить и заменить для эффективных и автоматизированных инъекций. Обнаружение происходит посредством флуоресценции через окно, вытравленное в капилляре. Доступны как однокапиллярные, так и капиллярно-матричные инструменты с матричными системами, способными обрабатывать 16 или более образцов одновременно для увеличения пропускной способности.

Основное применение КЭ судебными биологами - это ввод STR из биологических образцов для создания профиля на основе высокополиморфных генетических маркеров, которые различаются у разных людей. Другие новые области применения КЭ включают обнаружение конкретных фрагментов мРНК, чтобы помочь идентифицировать биологическую жидкость или происхождение ткани судебно-медицинского образца.

Еще одним применением КЭ в судебной медицине является анализ чернил, при котором проводится анализ чернил для струйной печати. становится все более необходимым из-за участившихся случаев подделки документов, напечатанных на струйных принтерах. Химический состав чернил дает очень важную информацию в случае поддельных документов и поддельных банкнот. Мицеллярная электрофоретическая капиллярная хроматография (MECC) была разработана и применяется для анализа чернил, извлеченных из бумаги. Из-за их высокой разрешающей способности по сравнению с чернилами, содержащими несколько химически подобных веществ, также можно различить различия между чернилами одного производителя. Это делает его пригодным для оценки происхождения документов на основе химического состава чернил. Стоит отметить, что из-за возможной совместимости одного и того же картриджа с разными моделями принтеров дифференциация чернил на основе их электрофоретических профилей MECC является более надежным методом определения происхождения картриджа с чернилами (его производителя и картриджа). число), а не модель происхождения принтера.

Специализированный тип CE, аффинный капиллярный электрофорез (ACE), использует взаимодействия межмолекулярного связывания для понимания взаимодействий белок-лиганд. Фармацевтические компании используют АПФ по множеству причин, одна из основных - это константы ассоциации / связывания для лекарств и лигандов или лекарств и определенных систем-носителей, таких как мицеллы. Это широко используемый метод из-за его простоты, быстрых результатов и низкого использования аналитов. Использование ACE может предоставить конкретные сведения о связывании, разделении и обнаружении аналитов и доказало свою высокую практичность для исследований в области наук о жизни. Аффинный капиллярный электрофорез на основе аптамеров используется для анализа и модификации конкретных аффинных реагентов. Модифицированные аптамеры в идеале обладают высокой аффинностью связывания, специфичностью и устойчивостью к нуклеазам. Ren et al. включены модифицированные нуклеотиды в аптамеры, чтобы ввести новые конфронтационные особенности и высокоаффинные взаимодействия из гидрофобных и полярных взаимодействий между IL-1α и аптамером. Хуанг и др. использует АПФ для исследования белок-белковых взаимодействий с помощью аптамеров. Связывающий α-тромбин аптамер был помечен 6-карбоксифлуоресцеином для использования в качестве селективного флуоресцентного зонда и изучен для выяснения информации о сайтах связывания для взаимодействий белок-белок и белок-ДНК.

Капиллярный электрофорез (CE) показал стать важным и экономически эффективным подходом к секвенированию ДНК, который обеспечивает высокую производительность и точность информации о секвенировании. Вулли и Мэтис использовали CE-чип для секвенирования фрагментов ДНК с точностью 97% и скоростью 150 оснований за 540 секунд. Для сбора флуоресцентных данных они использовали 4-х цветную маркировку и формат обнаружения. Флуоресценция используется для просмотра концентраций каждой части последовательности нуклеиновой кислоты, A, T, C и G, и эти пики концентраций, нанесенные на график после обнаружения, используются для определения последовательности ДНК.

Ссылки

Дополнительная литература

Внешние ссылки

• CE анимации [1pting